Geförderte Tandems

Im Rahmen dieses Projekts arbeiten wir an der Entwicklung eines in-vitro Co-Kulturmodells für entzündliche Autoimmunerkrankungen. Wir werden Gehirnorganoide, die mit Immunzellen integriert sind, analysieren, um Einblicke in ihre Auswirkungen auf die Entwicklung des ZNS zu gewinnen und die Wirksamkeit neuer Therapien für verschiedene Autoimmunerkrankungen des zentralen Nervensystems zu untersuchen.

Das Projekt ist in die übergeordnete Forschungsinitiative „KI-MSO-OKI-gestützte Analyse, Modellierung und Synthese (Design) von Organoiden“ eingebettet, die von der Carl-Zeiss-Stiftung (CZS Breakthroughs: Synthetics) in Zusammenarbeit mit der Technischen Universität Ilmenau gefördert wird (Projektkoordination: Prof. Jana de Wiljes).

Das Zeiss-Projekt zielt darauf ab, adaptive, personalisierte Medizin in Form individueller Therapien zu entwickeln, die speziell auf einzelne Patienten und/oder Gruppen zugeschnitten sind. Damit stellt es einen zentralen Bestandteil moderner Behandlungsmethoden für verschiedene Krankheiten dar. Eine grundlegende Basis dieses therapeutischen Ansatzes ist die Entwicklung spezialisierter Modelle, die Individualisierung abbilden und den zeitlichen Verlauf der Krankheit sowie deren Reaktion auf therapeutische Interventionen synthetisch nachstellen können.

Das Ziel unseres Forschungsprojekts NapaCaRe ist es, den Einsatz neuartiger mRNA-Therapien zur Behandlung der ischämischen Herzkrankheit sowie Herzinsuffizienz in der klinischen Praxis voranzubringen. Im Rahmen dieses Projekts werden wir eine Nanopartikel/mRNA-Therapie zur Herzregeneration nach myokardialer Schädigung entwickeln. Zurzeit gibt es hierfür keine zugelassene Therapieform. Das erwachsene Säugetierherz hat keine regenerative Fähigkeit. Kürzlich wurden jedoch Proteine identifiziert, welche zu einer Proliferation von Kardiomyozyten führen. Diese Ergebnisse beruhen aktuell auf Tierstudien ohne direkte Translation in den Menschen. In unserem Projekt sollen diese Proteine, als mRNA in einen Nanopartikel verpackt, verabreicht werden und Proliferation in Kardiomyozyten hervorrufen. Wir erforschen dieses Potential an humanen Kardiomyozyten, entweder isoliert aus Herzbiopsien oder abgeleitet aus humanen Stammzellen. Dies ist ein direkt translationaler Ansatz, um der durch Untergang von Kardiomyozyten entstandenen Herzinsuffizienz mittels Proliferation bestehender Kardiomyozyten entgegenzuwirken.

Effektive T-Zell-Antworten sind für die Kontrolle und Eliminierung von Tumoren entscheidend und werden maßgeblich von der Avidität des T-Zell-Rezeptors (TZR) für den Antigen-MHC-Komplex beeinflusst. Bisher verfügbare Technologien zur Messung der TZR-Avidität sind zeitaufwändig, komplex und nicht skalierbar. Wir haben einen antigenspezifischen T-Zellrezeptor-Aviditätsassay, den CATCH (chasing antigen-specific T cells with high avidity) Assay, eingeführt, der eine schnelle und hochdurchsatzfähige Identifizierung verschiedener Aviditäten für definierte Antigene ohne Vorwissen zum MHC-Antigenkomplex ermöglicht. Da die TZR-Avidität für ihr Antigen direkt mit der T-Zell-Effektorfunktion korreliert, ist das Vorhandensein von T-Zellen mit mittlerer bis hoher Avidität gegen Tumorantigene Voraussetzung für den Therapieerfolg einer adoptiven T-Zelltherapie (AZT), aber auch für Immun-Checkpoint-Inhibitor-Therapien (ICI). In diesem Projekt soll der Nutzen des CATCH-Assays auf zwei Ebenen der Tumortherapie untersucht werden:

1) CATCH als prädiktiver Biomarker in AZT- und ICI-Therapie

Die ICI-Therapie basiert auf der Blockade inhibitorischer Immunrezeptoren und wird vor allem zur Behandlung des metastasierten Melanoms eingesetzt. Dem Behandlungserfolg (Remissionsraten bis zu 58%) stehen häufige, potenziell chronifizierende immunbedingte Nebenwirkungen gegenüber. Bei ausbleibenden Antworten auf ICI steht beim Melanom Lifileucel, als erste Zelltherapie aus tumorinfiltrierenden Lymphozyten (TIL) kurz vor der Zulassung. Hierbei werden expandierte TIL aus dem Tumorgewebe des Patienten intravenös verabreicht, um verbliebene Krebszellen zu zerstören. Wir möchten evaluieren, ob sich der CATCH-Assay als prädiktiver Biomarker für die TIL- und ICI-Behandlung des Melanoms eignet, um Patienten mit guten Aussichten auf einen Therapieerfolg bereits vor der Behandlung zu identifizieren und personalisierte Therapien zu ermöglichen.

2) CATCH als Hochdurchsatztool zur Identifizierung von TZR für AZT

Im zweiten Arbeitspaket soll untersucht werden, ob CATCH sowohl maßgeschneiderte AZTs als auch den Aufbau einer globalen TZR-Bibliothek unterstützen kann. Die Patientenkohorte wird nach ICI-Ansprechraten und beobachteten Nebenwirkungen unterteilt und tumorspezfisiche T-Zellen mittels CATCH-Assay isoliert. Nach anschließender Einzelzell-RNA-Sequenzierung wird das Repertoire der TZR auf klonale Expansion tumor-spezifischer Rezeptoren untersucht und neu identifizierte Kandidaten auf ihre Effektorfunktion getestet. Mit dieser Methodik soll bestätigt werden, dass der CATCH-Assay das bekannte Repertoire individueller und globaler TZR schnell und zuverlässig erweitern kann.

Die Primäre Ciliäre Dyskinesie (PCD) ist eine seltene Multisystemerkrankung, die durch obere und untere Atemwegsinfektionen charakterisiert ist. Es sind über 50 kausale Gene beschrieben, die zu einer Dysfunktion oder Agenesie der motilen Zilien führen. Dadurch wird die mukoziliäre Clearence (MCC) beeinträchtigt, die einen wichtigen Reinigungsmechanismus der Lunge darstellt. Derzeit gibt es lediglich symptomatische Therapieoptionen, eine kausale Therapieoption wird dringend benötigt.

Ein vielversprechender Ansatz zur Heilung der Erkrankung ist die Transplantation von Basalzellen, die sich zu Zilien-tragenden Zellen differenzieren können. Eine Ableitung der Basalzellen aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iBCs) bietet den Vorteil, dass diese Zellquelle patientenspezifisch, genetisch modifizierbar und uneingeschränkt proliferationsfähig ist. Im Mausmodell konnte bereits eine langfristige Integration von iBCs in Atemwegsepithel dargestellt werden, der Einfluss auf die Regeneration der MCC sowie die Anwendung im PCD-spezifischen Krankheitskontext sind jedoch unklar.

Dieses Projekt untersucht das therapeutische Potenzial der allogenen und autologen Transplantation von IBCs in einem in vitro Modell der PCD. Dafür werden nasale Epithelzellen mittels Nasenbürstenbiopsie von PCD-Patienten entnommen und auf Air-liquid interface Kulturen zu Atemwegsepithel differenziert. In dieses werden genetisch korrigierte IBCs (autolog) oder gesunde iBCs (allogen) transplantiert, die zur Differenzierung mit einem integrierter Fluoreszenzreporter markiert werden. Diese Co-Kulturen werden hinsichtlich der strukturellen Integration der iBCs (Zellpolarität, Morphologie, Zelltypzusammensetzung) und ihrer funktionellen Eigenschaften mittels Hochfrequenz-Videomikroskopie (Schlageigenschaften der Zilien) und Particle-Tracking-Assay (MCC-Kapazität) untersucht. Das Ziel ist es, eine minimale effektive Zelldosis zur signifikanten Verbesserung der MCC für verschiedene PCD-Defekte zu ermitteln und Präparationsmethoden zur schonende Epithelschädigung zu evaluieren.

Lungenkrebs stellt eine der größten globalen Gesundheitsherausforderungen dar, da er mit einer hohen Mortalitätsrate einhergeht und ein äußerst komplexes genetisches Profil aufweist. Kenntnisse über spezifische genetische Aberrationen ermöglichen den Einsatz zielgerichteter Therapien, die den Therapieerfolg in den letzten Jahren signifikant verbessern konnten. Allerdings ist die Entwicklung von Resistenzen nahezu unvermeidlich. Dieses Projekt untersucht, wie etablierte Treibermutationen, Mutationen mit unbekannter klinischer Bedeutung sowie Resistenzmutationen in Patienten-abgeleiteten Tumororganoiden interagieren, wobei CRISPR-Cas9-basierte Technologien zum Einsatz kommen. Ziel ist es, diese Erkenntnisse zu nutzen, um mutationsspezifische CRISPR-Cas9-basierte Therapeutika zu entwickeln.

Im ersten Jahr werden existierende Tumororganoid-Kulturen, die verschiedene Mutationen aufweisen, mit diversen CRISPR-Technologien behandelt, um die funktionelle Relevanz dieser Mutationen zu untersuchen und ihren Einfluss auf das Tumorwachstum zu analysieren. In der zweiten Projektphase werden Strategien zur gezielten Genmodifikation sowie zur Validierung von Wirkungsmechanismen entwickelt, um zukünftige in-vivo Anwendungen zu ermöglichen.

Das Projekt ist auf eine Dauer von mindestens zwei Jahren ausgelegt, soll jedoch über die Förderperiode hinaus fortgeführt werden. Das übergeordnete Ziel dieses Projektes ist, die CRISPR-Technologie als wertvolle Erweiterung bestehender Therapieansätze zu etablieren und damit neue therapeutische Optionen für Lungenkrebspatient:innen zu entwickeln.

Ovarial- und Zervixkarzinome gehören zu den tödlichsten gynäkologischen Malignomen, mit begrenzten Therapieoptionen und hohen Rezidivraten. Dieses Projekt zielt darauf ab, fortschrittliche zelluläre Therapien zu entwickeln, indem tumorspezifische Antigene identifiziert und chimäre Antigenrezeptor (CAR)-NK-Zellen konstruiert werden, um selektiv Krebszellen zu eliminieren.

Primäre Tumorproben werden gesammelt und in einer Biobank der MHH gelagert, womit die Grundlage zur Charakterisierung der Tumorantigenexpression geschaffen wird. Mittels Single-cell-RNA-Sequenzierung, Durchflusszytometrie und Immunhistochemie wird das Tumormikromilieu analysiert, um neuartige Antigene zu identifizieren, die sich für eine CAR-basierte Zielstruktur eignen. Identifizierte Antigene wie Mesothelin, B7-H3 und CA125 werden zur Konstruktion von CAR-NK-Zellen genutzt, wobei eine etablierte alpharetrovirale Plattform eingesetzt wird, um eine effiziente und stabile Genübertragung zu gewährleisten. Zudem werden alle klinisch verfügbaren, patientenbezogenen Krankheitsdaten erfasst und mit den experimentellen Ergebnissen verknüpft.

Zur Validierung der therapeutischen Wirksamkeit werden die konstruierten CAR-NK-Zellen sowohl in 2D- als auch 3D-Tumormodellen getestet. Funktionelle Assays, einschließlich Zytotoxizitätstests und Live-Cell-Imaging, dienen der Beurteilung der Spezifität und Potenz dieser Zellen. Das Projekt folgt einem strukturierten Zeitplan, wobei die Hauptschritte der Aufbau der Biobank, die Identifikation von Zielantigenen, die Entwicklung von CAR-NK-Zellen und deren funktionelle Testung umfassen.

Da bereits Patientenproben in der Biobank erfasst wurden, ist die Verfügbarkeit von Tumormaterial gewährleistet. Standardisierte Protokolle (SOPs) wurden implementiert, um die experimentelle Reproduzierbarkeit sicherzustellen. CAR-NK-Therapien stellen eine vielversprechende Alternative zu CAR-T-Zellen dar, die potenziell weniger Nebenwirkungen bei potenterer anti-tumoraler Aktivität verursachen könnten. Damit könnte diese Arbeit im Erfolgsfall den Grundstein für erste klinische Studien (Phase I/IIa) legen und zur Zukunft personalisierter Immuntherapien in der gynäkologischen Onkologie beitragen.

Hintergrund

Zellbasierte Therapien haben große Erfolge bei der Bekämpfung von Blutkrebs gezeigt, aber diesen Ansatz auf häufigere solide Tumoren, einschließlich nicht-kleinzelligem Lungenkrebs (NSCLC), zu übertragen, erweist sich als große Herausforderung. Im Prinzip könnten Makrophagen - Immunzellen, die von Natur aus in Tumore eindringen können - dieses Problem überwinden, aber bisher ist ihr therapeutischer Nutzen begrenzt. Das liegt daran, dass sich diese Zellen im Labor bisher nicht effizient vermehren lassen, und dass Tumore Makrophagen, so „umprogrammieren“ können, dass sie den Krebs eher unterstützen als bekämpfen.

Forscher des Sieweke-Labors haben eine bahnbrechende Methode entwickelt, um diese Probleme zu überwinden. Sie haben spezielle, gentechnisch veränderte Makrophagen entwickelt, die ex vivo vermehrt werden können und ihre natürliche Fähigkeit, Krebszellen anzugreifen, beibehalten.

Die Stratifizierung von Patienten ist ein entscheidendes Kriterium für den therapeutischen Erfolg von Zelltherapien. Makrophagen sind auf bestimmte Überlebenssignale angewiesen - darunter wichtige Zytokine, die das Überleben und die Aktivität von Makrophagen beeinflussen. Tumore wie NSCLC produzieren oft enorme Mengen solcher Zytokine, die mit Tumorgröße und -stadium variieren. Nachdem sie in den Blutkreislauf gelangt sind, können diese Zytokine Informationen an Monozyten - eine Makrophagenvorläuferzelle - weitergeben, um das Wachstum neuer Makrophagen zu fördern, aber auch um deren Aktivität und Genexpressionsprofil zu verändern. Patientenmonozyten, die tumorproduzierten Zytokinen ausgesetzt sind, besitzen daher eine charakteristische Transkriptionssignatur, die mit der Tumorlast und dem Tumorwachstum korreliert.

Das Projekt

Dieses Projekt zielt darauf ab, Genexpressionssignaturen in Monozyten von Krebspatienten als Nachweis für Zytokinspiegel im Blut zu identifizieren, die als Biomarker verwendet werden können - als einfach messbares Signal, um vorherzusagen, wie gut ein Patient auf eine Makrophagen-Therapie ansprechen könnte. Die Studie wird dies in Laborexperimenten testen, mit dem Ziel, die richtigen Patienten für bevorstehende klinische Studien zu rezidiviertem oder behandlungsresistentem NSCLC zu identifizieren.

Chronisch entzündliche Darmerkrankungen (CED) wie Morbus Crohn und Colitis ulcerosa sind durch eine starke Infiltration von T-Zellen in die Darmschleimhaut gekennzeichnet, was zu einem Ungleichgewicht zwischen pro- und anti-inflammatorischen T-Zellen führt. Bisherige Therapieansätze, die auf die Hemmung pro-inflammatorischer T-Zellen abzielen, reichen oft nicht aus, um eine dauerhafte Remission zu gewährleisten.

Ein innovativer und personalisierter Therapie Ansatz besteht darin, regulatorische T-Zellen (Tregs) zu nutzen, um gezielt entzündungshemmende Mechanismen im Darmgewebe zu fördern. Am Uniklinikum Erlangen wurde bereits ein GMP-konformes Protokoll zur ex vivo-Expansion autologer Tregs (IMP-Tregs) für die adoptive Zelltherapie entwickelt und eine Phase-I-Studie zur Dosisfindung bei Patienten mit Colitis ulcerosa ist bereits abgeschlossen. Die zentrale Hypothese unseres Projekts ist jedoch, dass die therapeutische Wirksamkeit von IMP-Tregs durch verbesserte Darmhoming- und/oder Suppressionsfähigkeiten weiter optimiert werden kann.

Aus diesem Grund verfolgen wir in unserem Projekt drei Hauptziele:

1. Eine detaillierte Charakterisierung mittels scRNA Sequenzierung von IMP-Tregs, die bereits so modifiziert wurden, dass sie eine verstärkte Migration in entzündetes Darmgewebe zeigen

2. Die Weiterentwicklung von IMP-Tregs durch gezielte gentechnische Modifikation/mRNA Elektroporation, um die Migration in den Darm und die Suppressionsfähigkeiten weiter zu steigern

3. Die Vorbereitung einer klinischen Studie mit modifizierten IMP-Tregs

Durch die Ergebnisse unseres Projekts könnte eine vielversprechende neue Therapieoption für Patienten mit IBD entstehen.

In vitro systems to model human T cell development can be used to assess the T cell differentiation potential of hematopoietic precursor populations, enabling diagnosis and research of diseases with impaired T cell development such as genetically undefined severe combined immune deficiency (SCID), a fatal disease if left untreated. In addition, in vitro differentiation systems can be used for generation of human T cell populations – an approach which holds great promise for adoptive cell therapeutic approaches to treat various diseases including cancer and autoimmunity.

In the present project, junior clinician scientist (JCS) Dr. Sarah Dinges and the translational scientist (TS) Dr. Christopher Kressler join forces and combine their complementary expertise on in vitro models of T cell differentiation. Sarah Dinges worked previously with the Artificial Thymic Organoid (ATO) system. The system can correctly identify different forms of SCID, but is technically challenging, time-consuming (8 weeks) and requires a feeder cell line. Christopher Kressler established a feeder free T cell differentiation system, which relies purely on defined media and stimulation components. It has been successfully used to generate double positive T cells. Still, it doesn´t allow the differentiation of CD4 single positive T cells, needed for regulatory T cell (Treg) cell based therapies.

We will establish the Artificial Thymic Organoids (ATOs) system as a test for the diagnosis and treatment decisions for SCID patients in Germany (work package1, WP1). Next, we will transfer SCID diagnosis to the feeder free system, making it more robust and less labor intensive (WP2). Finally, in WP3+4 we want to demonstrate proof-of-concept (PoC) CD4 T cell and Treg product generation from induced pluripotent stem cells (iPSCs). This would pave the way for an off-the-shelf solution, omitting the currently required patient specific generation of cell products (WP3+4).